第七章　轮状病毒感染

1963年，Adams和Kraft使用超薄切片电镜在腹泻的幼鼠肠道组织中发现了一种病毒颗粒，后从绿猴肾细胞中培养出这种病毒，命名为（SA11），随之在多种动物中发现了这种病毒，如牛、鼠、猴、羊等。1973年由Bishop和Flewett用电镜法分别从急性腹泻患儿十二指肠活检组织和粪便中直接观察发现类似病毒，随后多国相继发现证实，1978年国际病毒分类委员会（ICTV）命名为轮状病毒（RV）。轮状病毒可以引起哺乳类和禽类动物感染。引起人类感染的RV称人轮状病毒，是婴幼儿重症脱水性腹泻的主要病原。人轮状病毒主要有A组和B组，分别导致婴幼儿和成人急性腹泻，严重腹泻时可出现不同程度脱水及肠道外感染。C组也偶然感染人类。我国婴幼儿腹泻主要发生在每年的秋冬季，俗称“秋季腹泻”，其病因40% ～60%是A组RV感染。无论卫生条件好坏，几乎所有5岁以上儿童都感染过A组RV。

第一节　病原学特征

一、轮状病毒分类

轮状病毒属呼肠孤病毒科轮状病毒属，病毒颗粒呈球形，大小60～80nm，表面光滑，无囊膜，具有多层衣壳的二十面体结构将分节段的双链RNA基因组包绕在核心。

轮状病毒根据基因组和抗原性特征，按照VP6的组特异性抗原表位可分为A～G等七个组。A、B和C组可感染人类和动物，而D～G组仅感染动物。A组轮状病毒根据VP6亚组特异性抗原可以分为2个亚组或血清群。A组轮状病毒根据中和试验，可分为不同的血清型，主要由VP4和VP7决定。VP4和VP7构成了病毒的外层，可根据VP7分为不同G型（glycoprotein），根据VP4分为不同的P型（protease sensitive）。由于缺乏精确的免疫学试剂，加之测序越来越方便，血清型正在逐渐的由基因型替代。目前为止，27种G基因型，超过37种P基因型被确认。一种新的分类方法由ICTV轮状病毒分类工作组（RCWG）推荐，即轮状病毒的每一节段RNA序列都参与分类，表达形式如下：Gx-P［x］-Ix-Rx-Cx-Mx-Ax-Nx-Tx-Ex-Hx，x表示型别，按VP7-VP4-VP6-VP1-VP2-VP3-NSP1-NSP2-NSP3-NSP4-NSP5/6基因顺序表示。如人Wa和KU株的基因型为G1-P［8］-I1-R1-C1-M1-A1-N1-T1-E1-H1，人DS-1和TB-Chen株的基因型为G2-P［4］-I2-R2-C2-M2-A2-N2-T2-E2-H2。由于NSP6的ORF位于NSP5的ORF内，NSP6的基因型应与NSP5的基本一致，并且不是所有的轮状病毒株都具有NSP6的ORF，所以本分类系统未包括NSP6。由于本分类系统是基于完整的病毒基因ORF序列建立的，所以在对某个病毒株的基因进行分型时，首先应尽量获得其完整的ORF核苷酸序列。此外，由于A组RV各基因片段的非编码区（UTR）的核苷酸序列都较短，而且末端都高度保守，所以目前的分类系统未包括UTR序列。当满足下列条件时，可对部分基因序列进行分型：①待分型基因至少包含有50%的ORF序列；②待分型基因至少包含500个ORF核苷酸；③待分型基因的同源性高于对应基因型Cutoff值（表2）2%时。A组轮状病毒分类还可以使用（http：//rotac. regatools. be/）工具分类。这样分类有利于发现病毒的跨宿主传播，发现重配，溯源感染人的病毒等。各节段RNA序列分类标准如表7-1。

二、轮状病毒颗粒结构

电子显微镜下，感染宿主的粪便中可见到3种类型的病毒颗粒（完整颗粒、双层颗粒、单层颗粒）。完整颗粒为三层颗粒（TLPs），呈球形，表面光滑，直径为70～75nm，密度为1. 36g/ml，具有感染性。双层颗粒（DLPs）缺失光滑的外壳，表面粗糙，直径约65nm，密度为1. 38g/ml，不含VP7和VP4，失去感染性。单层颗粒（SLPs）很少见，通常缺失了dsRNA，无感染性，如图7-1所示。

三、轮状病毒理化特征

轮状病毒上述三种颗粒可以通过氯化铯或蔗糖梯度离心分开。轮状病毒对乙醚、氯仿等有抵抗力，非离子去污剂或蛋白酶可以使其感染性增加，但EDTA、十二烷基磺酸钠（SDS）可破坏其感染性。A组轮状病毒感染性相对稳定，在pH 3～9的范围内，37℃1小时或25℃24小时，其感染性不被破坏，在某些物体表面或在污水或饮用水中可存活数周。B组和C组RV在外界环境中的抵抗力相对较弱。RV的感染性可被酚、甲醛和95%乙醇等消毒剂灭活。

近年来使用低温电镜技术和三维图像处理技术研究轮状病毒的三维结构，证明轮状病毒外层和中层是T=13的二十面体晶格，由132个通道跨越两层，将病毒颗粒核心和外层联系起来，这些通道可能与病毒的代谢和复制有关。外壳光滑的表面有60个由VP4的二聚体形成的穗状刺突，VP4二聚体一端形成刺突，途经外壳VP7蛋白，与内层VP6相互作用（图7-2）。

四、轮状病毒基因组

轮状病毒基因组不连续，由11个双链RNA节段组成，总分子量约为12×106，各片段的分子量不同，范围为0. 2×106～2. 2×106。病毒核酸经聚丙烯酰胺凝胶电泳后呈现排列独特的11条区带的电泳图谱，称为电泳型（electropherotype）。根据第10和11条带泳动距离的长短，可分为长型（L-type）和短型（S-type）。长型是第11阶段位于第10阶段后，短型即第11阶段电泳图上位于第9和10阶段之间。不同毒株相应RNA片段具有不同的迁移率，是因为其编码的三级或二级结构不一致所致，而不是因为序列碱基数不一致。一般来说A组轮状病毒具有独特的电泳图谱，如图7-2所示的4∶2∶3∶2，如果不是这种典型特征，那可能是A组的鸟类轮状病毒，非A组轮状病毒或个别基因发生了重排。电泳型分析对轮状病毒的鉴定和分类、基因变异和基因片段重配、流行毒株的追踪等都有重要意义，但是不能作为轮状病毒分类的唯一标准。

轮状病毒所有的11节段RNA缺乏多聚腺苷酸信号（polyadenylation signal），A+U丰富达58%～67%，3'和5'保守，每个片段5'末端有一个鸟嘌呤核苷酸，其后为5'保守区域，紧接着为ORF框，编码一种蛋白。终止密码后为3'保守区，5'保守区里有增强子，3'保守区里有启动子和顺式调节原件、转录增强元件等。5' 和3'高度保守可能与病毒的转录、复制或装配有关，如图7-3所示。

五、轮状病毒蛋白

轮状病毒基因组11个节段，每个基因节段编码一个多肽，共编码6个结构蛋白（VP）和5或6个非结构蛋白（NSP）。各编码蛋白功能和特征见表7-2。最重要为结构蛋白VP4、VP6、VP7和非结构蛋白NSP4。最外层是VP7编码的糖蛋白，并有数个根植于糖蛋白上由VP4编码的刺突黏附蛋白，中间层是VP6编码，最里层为VP2编码，VP1编码RNA依赖的RNA聚合酶，VP3编码加帽酶，第10阶段编码NSP4。VP4在肠道内胰蛋白酶等的作用下裂解为VP5和VP8，从而触发轮状病毒进入细胞。轮状病毒疫苗主要集中于VP4、VP6、VP7和NSP4的研究，因为VP4和VP7具有型特异性抗原决定簇，能够诱导产生特异性中和性抗体，产生保护性免疫应答；VP6具有群特异性抗原决定簇；NSP4蛋白具有肠毒素作用，是引起腹泻的重要因素。

六、轮状病毒的变异和重配

轮状病毒是11个节段双链RNA病毒，其变异和进化主要在于病毒的重配、点变异的积累、基因内的重组和跨宿主传播。新的轮状病毒分型有利于判断轮状病毒的重配和跨宿主传播。目前有多个人类轮状病毒新型别疑似来源于动物或动物轮状病毒来源于人。Hu/Ita/PAI58/96和Hu/Ita/PAH136/96两株轮状病毒其基因组成不同于在人群中循环的轮状病毒：Wa-、DS-1-和AU-1-like gene，可能来源于人和猫轮状病毒AU-1-like的重配；G12轮状病毒最早于1987年在菲律宾发现，直到1998年才再次报道。现在，G12轮状病毒已经在世界各地均有报道，当G12的VP7基因进入一些地区后，与当地的轮状病毒发生重配，产生多种新的变异病毒，这种重配可能发生在南亚国家，并向全世界扩散；G6P［6］（B1711）至少有两个基因节段来源于牛；在我国卢龙地区也分离到一株罕见的G5P［6］（LL36755）轮状病毒，显示是人和猪轮状病毒的重配。重配产生的新型轮状病毒可以在人群中稳定存在和传播。

第二节　流行过程

一、传染源

轮状病毒腹泻患者（主要是患儿）和隐性感染者是重要传染源。A组轮状病毒感染者发病第一天的粪便中即可检出病毒，发病后3～5天粪便中可排出大量病毒，排毒可持续7～10天，伴有发热和呕吐症状者排毒量更大。同时RV也广泛存在于哺乳动物和禽类动物体内，是人类RV潜在的传染源。家鼠和猪B组RV抗体的检出率高于人类，提示动物也是人类RV感染潜在的传染源。

二、传播途径

RV主要通过粪-口途径传播，人与人之间直接接触也可传播。水污染是导致RV感染的暴发流行途径。但也有资料报道轮状病毒可能经呼吸道传播，因为发现：①不管卫生状况如何，RV的感染率并不下降；②有一些大规模的暴发流行找不到粪-口传播的证据；③相当一部分患者在出现腹泻前有呼吸道症状。

三、人群易感性

5岁以下儿童易感A组轮状病毒，且大部分为隐性感染，感染后具有免疫抵抗力。主要感染人群为2岁以下儿童。2岁以下儿童感染1次的概率在90%以上，感染2次的概率约为60%，感染3次以上的概率在35%以上，少数人会感染4次甚至5次，如图7-4所示。新生儿期轮状病毒感染常无症状，可能由于母传抗体的中和作用所致。不同性别之间轮状病毒感染无差异。营养不良可能加重病情。成人也可感染轮状病毒，尤其是护理A组RV患儿的成人和免疫力低下者。人群对B组轮状病毒普遍易感，感染的好发年龄为21～40岁。

轮状病毒主要感染近端的小肠微绒毛上皮细胞。这些上皮细胞的破坏导致绒毛的吸收能力降低，造成腹泻。轮状病毒在上皮细胞中复制时可感染细胞的正常生理功能。病毒成熟后，感染细胞破裂释放成熟病毒时进一步损伤肠黏膜的上皮细胞功能。RV的NSP4具有肠毒素样功能，能引起试验小鼠腹泻，其相应抗体对腹泻具有抑制作用，当感染细胞破裂释放病毒时，NSP4也释放出来，并作用于邻近的肠黏膜细胞，通过信号传导途径，使细胞内Ca2+浓度升高，促使Cl-分泌，从而引起腹泻。

抗轮状病毒感染的保护是机体的体液免疫和细胞免疫系统共同介导。轮状病毒第一次感染，血清学反应主要是针对特定的病毒血清型（即同型反应），而大于一次的轮状病毒感染会诱导交叉血清型的体液免疫反应（异型反应）。继发性感染，明显比第一次感染和第二次感染症状轻。然而，印度的一项研究指出，经过多次轮状病毒重复感染，严重的疾病的风险将会增加。先天性免疫缺陷，骨髓移植或实体器官移植的患者如果感染轮状病毒，通常症状严重，病程较长，甚至死亡。但研究发现感染艾滋病病毒的儿童感染轮状病毒，与未感染艾滋病病毒的儿童感染轮状病毒所导致的腹泻的严重程度并无差别。迄今为止，与轮状病毒感染的免疫相关因素并不完全明确。

小儿和成人经轮状病毒感染后可产生血清抗体，即特异性抗轮状病毒IgM、IgG和IgA，均可呈现4倍以上增长，但IgA水平相对较低。IgM高峰在第9天，IgA在第14～17天，IgG在26～28天，随后虽有下降，但一年仍保持有效水平。在轮状病毒感染急性和恢复期血清IgM抗体阳性率分别为83. 3%和62. 5%。局部分泌性抗体（十二指肠IgA、空肠IgA和粪IgA）在发病后14～17天都可有4倍以上增长，并可保持有效水平至1年。实验结果表明，粪特异性IgA与血清特异性IgA二者一致，均可反映局部抗体应答。血清抗轮状病毒IgA抗体的反应已被用于作为衡量所有评价轮状病毒减毒活疫苗的免疫原性。血清特异性IgG和中和抗体也反映人体对轮状病毒感染的抵抗力。轮状病毒再次感染有回忆反应。据调查，健康儿童和健康成人的轮状病毒IgM阳性率为10%左右，说明人群无症状感染率为10%。90%以上成人中轮状病毒IgG一直保持阳性，这与反复接触轮状病毒和不显性感染有关。基本上100%的母亲和脐带血中轮状病毒IgG都是阳性的，而且其保护性与母亲抗体水平高低有关联性；78%初乳和67%的过程乳汁中含有轮状病毒特异性的IgA，但是当其传给婴儿时，抗体水平会下降4倍左右，56%的初乳和41%的过程乳汁中含有IgG。婴儿出生时由母体获得轮状病毒IgG抗体，出生后4个月时中和抗体显著下降，持续下降到6～8月龄，此时中和抗体阳性率可降为20%～30%。因此，从4月龄开始就可受轮状病毒感染而发病，4～12月龄是婴儿的危险期，易于感染而且临床症状较重。随后中和抗体阳性逐渐增多，到2岁时中和抗体阳性率已达80%以上，3岁时达90%以上。母亲血液和乳汁中轮状病毒抗体水平影响着轮状病毒的流行和疫苗的免疫策略。

目前已肯定轮状病毒各型之间有异型交叉保护作用。除抗体应答外，CTL细胞免疫以及非特异性防御机制也有一定作用。轮状病毒感染后，可获得一定的保护力，但不能完全避免再次感染（图7-5）。自然感染1次后，38%的人可能获得对由RV感染所致的无症状感染的保护力，73%的可能获得对轻度腹泻的保护力，87%获得对中度、重度腹泻的保护力，感染2次后，62%的人获得对无症状感染的保护力，75%的人获得对轻度感染的保护力，100%的人获得对中度重度的保护力。感染3次后，74%获得对无症状感染的保护力，99%获得对轻度的保护力。

第三节　流行特征

一、人群分布

我国轮状病毒监测网络数据显示，在所有A组轮状病毒阳性病例中，有19. 34%的病例发生在6月龄以前，有57. 73%的病例发生在儿童1岁以前，而有93. 03%的病例发生在儿童2岁以前。

二、时间分布

RV季节性在不同的地区有不同的特征。在北纬和南纬23°27'间，轮状病毒流行季节并不明显。在纬度小于10°的地区，也显示没有明显的季节性，在纬度10°至23°27'间具有季节性，部分地区是秋季，部分地区是冬季或春季。湿度增加1%，轮状病毒患者增加2. 6%（95%CI 0. 0～5. 3）。我国轮状病毒以秋冬季为主，高峰发生在10月至次年的1月，高峰期轮状病毒可占住院腹泻50%以上。我国轮状病毒全年可以检出，但是季节分布明显。南北方流行季节略有不同（图7-6）。

三、地区分布

轮状病毒呈全球流行，主要感染5岁以下儿童，无论卫生条件好坏都可感染，并且因轮状病毒感染所致患儿住院率、门诊率都比较高。在欠发达地区，轮状病毒感染性腹泻不但发病率高，而且还可导致死亡。据估计，全世界每年因轮状病毒致腹泻的有11 400万例，有2500万需要就医，240万需要住院，超过50万例死亡，约99%死亡病例在中低收入地区，严重影响亚非贫穷地区幼儿第一年的成活率。在亚洲，日本每年的轮状病毒疾病负担为25 400万美元，在我国为36 500万美元，直接医疗费用达到27 100万美元，每个患儿总负担为460美元。

据报道，在一些地区或国家广泛使用轮状病毒疫苗的情况下，2008年全球全年共有约453 000例死于5岁以下儿童轮状病毒感染，占因腹泻死亡的5岁以下儿童的37%，占所有5岁以下儿童死亡的5%。1999—2007年，美国共有38例5岁以下轮状病毒感染死亡病例。在38例死亡病例中，1～3月龄7例（18%），4～11月龄12例（32%），12～23月龄16例（42%），24～59月龄3例（8%），20例因脱水或电解质紊乱死亡。在这期间，轮状病毒疫苗在美国广泛使用，但是上述死亡病例无一例服用过轮状病毒疫苗。据统计，在我国因腹泻住院的5岁以下儿童中，由轮状病毒引起的占50%左右。据估计，我国每年有1300万人感染轮状病毒，250万人需要门诊治疗，约有3000例死于轮状病毒感染，其中约70%发生在农村。

关于B群和C群轮状病毒感染情况如下。1982—1983年，B组轮状病毒在我国暴发流行，遍及20多个省。血清抗体调查发现，在其他国家人群中也有B组轮状病毒的抗体，但是病毒仅在我国检测到。近年来，全国轮状病毒监测网络没有检出B组轮状病毒。C组轮状病毒在多国引起散发小儿腹泻，也曾在学校引起暴发，在我国流行甚少。

四、分子流行病学特征

目前，已经确定轮状病毒至少有27种不同的VP7抗原（G型）和37个不同的VP4抗原（P型）。在人类轮状病毒则至少有12种G型和15种P型。在全球主要流行的轮状病毒G/P组合主要包括：G1P［8］、G3P［8］、G4P［8］、G9P［8］以及G2P［4］，这5种基因型组合占轮状病毒感染的90%。据WHO估计，在2008年，全球约453 000例（420 000～494 000例）婴幼儿因轮状病毒感染死亡，约90%的死亡病例在欠发达的非洲和亚洲。据估计39%的5岁以下住院儿童是因为轮状病毒感染的腹泻所致。WHO的2009年监测结果如下：全球住院儿童轮状病毒检出率为36%（12%～68%），非洲为41%（16%～57%），美洲地区为25%（19%～42%），东地中海地区为38%（14%～54%），欧洲地区为36%（12%～52%），东南亚地区37% （32%～42%），西太区47%（24%～68%）。据估计在亚洲5岁以下儿童因轮状病毒感染住院率为37. 5% （95%CI：34. 6，40. 5）门诊率为23. 1%（95%CI：18. 4，27. 7），2000—2009年亚洲的轮状病毒分子流行特征为G1P［8］（23. 6%）、G2P［4］（11. 8%）、G3P［8］（18. 9%）和G9P［8］（7. 4%），其他型别为16. 8%，混合型别7. 5%，未分出型别为14. 0%。在一些亚洲国家G1P［8］、G2P［4］、G3P［8］和G9P［8］占80%。

据全国轮状病毒监测网资料，我国2009—2010年G/P组合的构成与2011年相差较大，2009年到2010年以G3P［8］型为主，2009年及2010年分别为占60%及44%，其次是G1P［8］和G9P［8］，2009年分别占16%及10%，而2010年分别占12%及9%。G2P［4］型在两年所占的比例均为3%。到2011年G9P［8］取代G3P［8］成为主导的G/P组合，占31%，但G3P［8］、G1P［8］及G2P［4］所占的比例也较大，分别为21%、18%及17%。

第四节　预防控制

轮状病毒感染与卫生状况并无必然因果关系。在发达国家卫生状况长期高速改善仍不能完全预防其感染和流行。因此，目前国际上公认，采用主动免疫措施保护易感人群是预防RV感染和流行的最有效手段。

一、预防策略

控制轮状病毒感染的策略大概包括以下几个方面：

1.改善个人和家庭卫生　食前便后要洗手；家庭或幼儿机构要妥善处理粪便。

2.改善饮用水卫生　保护和保持水源清洁；不喝生水。

3.加强饮食卫生　避免媒介昆虫污染，灭蚊灭蝇。

4.改善营养　提倡母乳喂养；合理添加辅食。

5.寒冷季节居室勤通风。

二、预防措施

预防轮状病毒感染的主要措施就是疫苗接种。目前，已经使用的轮状病毒疫苗有葛兰素史克公司生产的Rotarix、默克公司生产的RotaTeq、我国兰州生物制品研究所生产的罗特威。截止到2011年9月全球有28个国家将轮状病毒疫苗纳入了计划免疫，其中使用Rotarix共16个国家，使用RotaTeq的共8个国家，两种疫苗都在使用的国家有4个，但是还没有亚洲国家将其纳入计划免疫。默克和我国公司联合在国内开展RotaTeq的三期临床试验，如果获批，也将进入市场，三种疫苗使用现状和免疫程序，见表7-3所示。

（一）罗特威

兰州羔羊RV口服活疫苗是由兰州生物制品所研制开发的，于1984年开始研制，1998年6月31日获得国家食品和药品监督管理局签发的新药证书和试生产批件，2000年获得正式生产批件，是目前国内唯一获得批准上市的RV疫苗。该疫苗是我国从绵羊分离到的G10P［15］型轮状病毒，经传代42代后做成的单价减毒口服活疫苗，接种对象为2个月～3岁的婴幼儿。虽然没有纳入计划免疫，但是也广泛使用，据估计到2012年已在中国累计使用了3000万剂（人）次。由于该疫苗上市前的资料未公开，关于该苗上市后科学系统的评价研究较少，因此该苗的免疫效果尚存争议，需进一步的研究验证。

（二）Rotarix

Rotarix由葛兰素史克公司开发，于2005年1月在墨西哥上市，后在包括16个拉丁美洲国家、新加坡、澳大利亚等30余个国家和地区上市，并于2006年2月在欧盟获准上市。Rotarix为口服RV减毒活疫苗，为两剂疫苗，在儿童2，4月龄接种。Rotarix系含G1P［8］型的RIX4414株RV，经8912亲代株传代而来。虽然其为单价疫苗，但与RV自然感染一样，Rotarix对大多数其他血清型RV可产生交叉保护。Rotarix对G1、G3、G4和G9型RV感染的有效性均超过85%，但其对G2型RV感染的预防效果较差（41%）。Rotarix在发达国家对重症腹泻的保护率较高，在亚洲、欧洲及拉丁美洲的保护率分别为96. 1%、95.8%以及80.3%。在非洲的马拉维及南非的保护率分别为49.4%及76.9%。大规模国际多中心研究结果显示，Rotarix可有效预防RV引起的严重胃肠炎，而且安全性较好，未发现疫苗接种与肠套叠相关性。

（三）RotaTeq

RotaTeq由默沙东公司开发，于2006年2月获美国FDA批准在美国上市。经美国疾病预防与控制中心（CDC）与免疫咨询委员会（ACIP）推荐，已纳入美国婴幼儿免疫接种计划。RotaTeq为口服五价人牛重配型RV减毒活疫苗，3剂次，美国和其他一些国家的推荐接种程序为2月、4月和6月龄各口服一剂。RotaTeq包括5种来自人和牛宿主的重配RV，型别包括G1，G2，G3，G4，P［8］。

欧洲和北美的研究显示在接种RotaTeq后的第一年及第二年的保护率分别为73%及62%。该疫苗预防G1～G4 RV感染有效率为74%，预防G1～G4RV所致严重腹泻的有效率为98%。接种后第2年里，该疫苗可减少63%轮状病毒腹泻及88%的轮状病毒重症腹泻。在亚洲及非洲对1岁及2岁儿童保护效果不及欧洲和北美。临床实验研究表明：RotaTeq耐受性好，对重症RV胃肠炎保护率高，对所有RV引起的胃肠炎都有保护作用。而且安全性好，疫苗接种后没有发现发热、呕吐、腹泻和过敏等副反应增加，亦不增加肠套叠危险性，其有效性持续至第2个RV季节。

（四）轮状病疫苗使用风险

1999年，Rotashield由于与肠套叠有关被撤出美国市场。目前，Rotarix和RotaTeq疫苗均查出猪圆环病毒（PCV1）。在由默沙东公司生产的RotaTeq疫苗中发现了猪圆环病毒2型（PCV2）。但是两种疫苗均有强安全性的记录，其中包括涉及数万例患者的临床试验，尚无证据证明PCV1或PCV2会对人类产生安全风险，且疫苗收益超过风险。FDA确定，Rotarix和RotaTeq可放心使用。

第五节　临床特征与治疗要点

（一）临床特征

A组轮状病毒感染的潜伏期为2～3天，一般为48小时以内，最长可达1周。B组轮状病毒感染的潜伏期为38～66小时，平均为52小时。

A组轮状病毒主要引起水样便腹泻、发热和呕吐，发热呕吐一般持续2～3天，腹泻可能会持续4～5天（图7-7）。严重者可能会因为电解质紊乱导致脱水，甚至死亡。部分患者也有肠道外表现，如抽搐、心肌损害、脾大、血小板减少等症状。

B组轮状病毒症状与A组轮状病毒类似，但比A组轻，主要见于我国大陆，可发生暴发流行。

（二）治疗要点

临床治疗要点主要包括低渗ORS补液和补锌。2005年WHO和联合国儿童基金会（UN ICEF）联合发布了新修订的《腹泻病治疗指南》，新配方ORS将钠浓度降至75mmol/L、葡萄糖浓度降至75mmol/L、总渗透压降至245mmol/L。研究表明，低渗ORS有助于缩短腹泻持续时间，减少静脉补液约33%，减少粪便排出量约20%，减少呕吐次数约30%。低渗ORS可同时用于预防脱水和纠正脱水。

补锌有利于缩短腹泻病程、减轻病情，并预防以后2～3个月发生腹泻。腹泻病的关键性治疗（预防和治疗脱水、继续喂养、抗生素合理使用和补锌10～14天）将明显降低腹泻病死率。

（段招军　编　刘殿武　审)

参考文献

1.Adams WR，Kraft LM.Epizootic diarrhea of infant mice：indentification of the etiologic agent.Science，1963，141（3578）：359-360

2.Bishop RF，Davidson GP，Holmes IH，et al.Letter：Evidence for viral gastroenteritis.N Engl J Med，1973，289（20）：1096-1097

3.Bishop RF，Davidson GP，Holmes IH，et al.Virus particles in epithelial cells of duodenal mucosa from children with acute non-bacterial gastroenteritis.Lancet，1973，2（7841）：1281-1283

4.Matthijnssens J，Ciarlet M，Heiman E，et al.Full genome-based classification of rotaviruses reveals a common origin between human Wa-Like and porcine rotavirus strains and human DS-1-like and bovine rotavirus strains.J Virol，2008，82（7）：3204-3219

5.Matthijnssens J，Ciarlet M，Rahman M，et al.Recommendations for the classification of group A rotaviruses using all 11 genomic RNA segments.Arch Virol，2008，153（8）：1621-1629

6.Bernard N，Fields DMK，Peter M，et al.Fields Virology.5th edition

7.McDonald SM，Patton JT.Assortment and packaging of the segmented rotavirus genome.Trends Microbiol，2011，19（3）：136-144

8.Greenberg H，McAuliffe V，Valdesuso J，et al.Serological analysis of the subgroup protein of rotavirus，using monoclonal antibodies. Infect Immun，1983，39（1）：91-99

9.Cook SM，Glass RI，LeBaron CW，et al.Global seasonality of rotavirus infections.Bull World Health Organ，1990，68（2）：171-177

10.Ray PG，Kelkar SD.Measurement of antirotavirus IgM/IgA/IgG responses in the serum samples of Indian children following rotavirus diarrhoea and their mothers.J Med Virol，2004，72（3）：416-423

11.Chan J，Nirwati H，Triasih R，et al.Maternal antibodies to rotavirus：could they interfere with live rotavirus vaccines in developing countries？Vaccine，2011，29（6）：1242-1247

12.Martella V，Banyai K，Matthijnssens J，et al.Zoonotic aspects of rotaviruses.Vet Microbiol，2010，140（3-4）：246-255

13.De Grazia S，Giammanco GM，Potgieter CA，et al.Unusual assortment of segments in 2 rare human rotavirus genomes.Emerg Infect Dis，2010，16（5）：859-862

14.Rahman M，Matthijnssens J，Yang X，et al .Evolutionary history and global spread of the emerging g12 human rotaviruses.J Virol，2007，81（5）：2382-2390

15.Matthijnssens J，Rahman M，Van Ranst M.Two out of the 11 genes of an unusual human G6P［6］rotavirus isolate are of bovine origin.J Gen Virol，2008，89（Pt 10）：2630-2635

16.Li DD，Duan ZJ，Zhang Q，et al.Molecular characterization of unusual human G5P［6］rotaviruses identified in China.J Clin Virol，2008，42（2）：141-148

17.王蓓.中国轮状病毒腹泻的经济负担分析.第三届国际轮状病毒疫苗研讨会，2008

18.Tate JE，Burton AH，Boschi-Pinto C，et al.2008 estimate of worldwide rotavirus-associated mortality in children younger than 5 years before the introduction of universal rotavirus vaccination programmes：a systematic review and meta-analysis.Lancet Infect Dis，2012，12（2）：136-141

19.Desai R，Esposito DH，Lees C，et al.rotavirus-coded deaths in children，United States，1999-2007.Pediatr Infect Dis J，2011，30 （11）：986-988

20.Chen CM，Hung T，Bridger JC，et al.Chinese adult rotavirus is a group B rotavirus.Lancet，1985，2（8464）：1123-1124

21.Nakata S，Estes MK，Graham DY，et al.Antigenic characterization and ELISA detection of adult diarrhea rotaviruses.J Infect Dis，1986，154（3）：448-455

22.Kuzuya M，Fujii R，Hamano M，et al.Outbreak of acute gastroenteritis caused by human group C rotavirus in a youth educational center in Okayama Prefecture.Kansenshogaku Zasshi，2003，77（2）：：53-59

23.Ciarlet M，Schodel F.Development of a rotavirus vaccine：clinical safety，immunogenicity，and efficacy of the pentavalent rotavirus vaccine，RotaTeq.Vaccine，2009，27 Suppl 6：G72-81

24.Tapia MD，Armah G，Breiman RF，et al.Secondary efficacy endpoints of the pentavalent rotavirus vaccine against gastroenteritis in sub-Saharan Africa.Vaccine，2012，30 Suppl 1：A79-85

25.Vesikari T，Karvonen A，Prymula R，et al.Efficacy of human rotavirus vaccine against rotavirus gastroenteritis during the first 2 years of life in European infants：randomised，double-blind controlled study.Lancet，2007，370（9601）：1757-1763

26.Keating GM.Rotavirus vaccine RIX4414（Rotarix）.Paediatr Drugs，2006，8（6）：389-395；discussion 396-387

27.Patel MM，Lopez-Collada VR，Bulhoes MM，et al.Intussusception risk and health benefits of rotavirus vaccination in Mexico and Brazil.N Engl J Med，2011，364（24）：2283-2292

28.Buttery JP，Danchin MH，Lee KJ，et al.Intussusception following rotavirus vaccine administration：post-marketing surveillance in the National Immunization Program in Australia.Vaccine，2011，29（16）：3061-3066

29.Yewale VN，Choudhury P.Rotavirus vaccine contamination with PCV1-statement of IAP Committee on Immunization.Indian Pediatr，2010，47（7）：589-591

30.Victoria JG，Wang C，Jones MS，et al.Viral nucleic acids in live-attenuated vaccines：detection of minority variants and an adventitious virus.J Virol，2010，84（12）：6033-6040